谈到分子实验就不得不聊到qPCR，Ct值一定是每位实验小姐姐小哥哥尤为关注的，今天咱们一起来交流关于qPCR实验中Ct值的合理范围。

01什么是Ct值

阈值循环数（Threshold cycle ，Ct） 也写作Ct值，荧光信号大于荧光阈值时PCR循环数。仪器软件通常将第3-15个循环的荧光值设为基线（baseline），是由于测量的偶然误差引起的。阈值（threshold）一般是基线的标准偏差的10倍。在实际操作中也可以手动调节。高于阈值的荧光信号被认为是真实的信号，用于定义Ct值。Ct会受到阈值的影响，每次试验由于样品和仪器的不同会导致基线不同，进而影响阈值和Ct值。

02Ct值的范围

Ct值的范围为15-35。Ct值小于15，认为扩增在基线期范围内，未达到荧光阈值。理想情况下，Ct值与模板起始拷贝数的对数存在线性关系，也就是标准曲线。通过标准曲线，扩增效率为100%时，计算出基因单个拷贝数定量的Ct值在35左右，若大于35，理论上模板起始拷贝数小于1，可认为无意义。

03Ct值的影响因素

由扩增循环数和产物量之间的关系：扩增产物量=起始模板量×（1+En）循环个数，可以看出，在理想条件下，起始模板量和En会对Ct值产生影响。模板质量或者扩增效率的差异会造成Ct值偏大或过小。

扩增效率Efficiency (En):通常要求在90%~110%。效率低于100%，是由于PCR反应中存在抑制因素；而高于100%可能一些污染、非特异性扩增或者是引物二聚体造成。

模板的Ct值与该模板的起始拷贝数的对数存在一定线性关系,起始模板量浓度越高，Ct值越小；起始模板量浓度越低，Ct值越大。PCR循环在到达Ct值所在的循环数时，刚刚进入真正的指数扩增期（对数期），此时微小误差尚未放大，Ct值的重现性较好，即相同含量的初始模板，得到的Ct值是相对稳定的。

Ct值不是恒定不变的，可以受到不同样品、不同仪器的影响，即使相同的样品在相同的仪器上重复2遍，Ct值也会存在差异。

04关于qPCR中Ct值的几点思考

① Ct值能否直接换算成模板拷贝数？

通过制作标准曲线（E：90%~110%，R^2≥0.99，斜率-3.58 ~ -3.10）的方法可以获得未知样品的初始模板拷贝数，前提是需要样品与标准品同时扩增，定量标准品需要使用标准物质等定量准确的物质（OD260/280换算的的拷贝数误差很大），即使如此定值结果仍存在一定的误差。

② 荧光定量PCR是否为定量方法？

虽然名字里有“定量”，但是qPCR的间接定量方式又复杂，又受很多因素影响，并不绝对准确，在计量领域是不被认可的。目前的核酸检测方法中只有数字PCR是真正的定量检测方法，其余的都是定性检测方法。

③ Ct值能否作为评价qPCR试剂盒的指标？

qPCR试剂的评价需要从分析敏感性（最低检测限），分析特异性（交叉反应），重复性（精密度），诊断敏感性，诊断特异性等多个指标去衡量。仅凭Ct值的高低去判断一个qPCR试剂盒的优劣并不够科学，不同试剂盒的Ct值不具有可比性。有些试剂盒采取先进行几个循环的预扩增，再进行正式循环的做法就是为了使Ct值看起来更低。

④ 能否通过增加扩增循环数来增加试剂盒的敏感性？

不能！

理论上，假设初始模板量为1个拷贝，酶的扩增效率100%，到达最大阈值约需要35个循环，因此业内通常认为qPCR的有效线性范围为Ct:15-35。通常酶的扩增效率无法达到100%，达到1个拷贝模板的循环数可能会达到38或更高。当酶的效率更低或者存在抑制剂时，检测到1拷贝模板的循环数的Ct值可能会更高。

初始模板核酸浓度≤1 copies/μL时，这时的影响因素不光是你能否检测到，还取决于你每次能取到模板的概率。因为在低浓度下，每次取到模板的概率是服从泊松分布的。

05再多说几句

① 每个qPCR试剂盒在上市前通常会按照行业统一的标准进行各种指标的系统评估，试剂盒生产企业通常会提供这些参数供客户进行选择和验证。检测实验室均具备对试剂盒进行性能验证的能力。

② 一个qPCR试剂盒的核心是引物探针设计、酶、反应体系和最优的反应条件，qPCR产品的销售推广工作，对营销服务人员要求技术较高，方可规避误导推广。

③ 对于检测来说，qPCR试剂盒只是其中的一个环节。如果想得到可靠的检测结果，还需要对采样、运输、保存、处理、提取和扩增的每个环节，进行质量控制（检测全流程质量控制）。实验室检测人员也不能持有，解决了qPCR试剂盒的问题就解决了检测中所有问题的非理性观点。

以上是结合实际工作的一点心得体会，欢迎各位老师交流分享。