（原文地址：The Nobel Prize in Chemistry 2015）

（2015年10月7日，由瑞典皇家科学院化学分类汇编）

瑞典皇家科学院（The Royal Swedish Academy of Sciences）成立于1739年，是一个独立的组织，其总体目标是促进科学发展并加强其社会影响。该学院主要致力于自然科学和数学学科，同时也促进不同学科之间的思想交流。

瑞典皇家科学院将2015年诺贝尔化学奖决定授予托马斯·林德尔（Tomas Lindahl）、保罗·莫德里奇（Paul Modrich）和阿齐兹·桑卡尔（Aziz Sancar），以表彰他们在“DNA修复机制研究”（Mechanistic studies of DNA repair）方面的贡献。

遗传物质的损害对所有生物都构成威胁。为了抵抗这一威胁，细胞演化出一系列复杂的DNA修复途径，以纠正影响碱基配对或DNA结构的DNA损伤。如今，我们对这些途径的分子机制有了非常详细的了解，这在很大程度上要归功于林德尔、莫德里奇和桑卡尔的开创性研究，他们开辟了这一领域。

背景

人类基因组编码了创建完整人类所需的信息。在每次细胞分裂过程中，超过30亿对DNA碱基被复制，基因组的副本被转移到子代细胞。尽管这个DNA复制机器非常高效，但仍然会偶尔出现错误。考虑到人类基因组的大小以及人体中大量的细胞数量（约 ），个体一生中不可避免地会积累错误。其中大多数错误可能不会产生任何影响，但它们也可能导致严重的疾病。

尽管DNA分子在储存遗传信息方面起着至关重要的作用，但其化学稳定性有限，容易自然分解[1]。例如，水解和氧化过程在体内发生水平较高，部分原因是由于各种生理过程中持续产生的活性代谢产物。此外，外部因素如辐射和基因毒性化学物质会进一步促进DNA损伤的形成。

DNA固有的不稳定性既是机会也是威胁。DNA损伤可能会阻碍重要的细胞过程，如DNA复制和转录，导致基因组不稳定，并影响基因表达。损伤也可能是诱变的，改变基因组的编码能力，这可能导致与基因组不稳定相关的重大疾病和病症，包括癌症、神经退行性疾病和生物性衰老。与此同时，如果没有突变，达尔文的进化论将不可能成立。此外，诱变性化学物质和辐射也可能具有治疗作用，例如可用于治疗癌症，通过引入DNA损伤来阻止细胞增殖和促进程序性细胞死亡。

细胞发展出多种方法来对抗DNA损伤，并将DNA突变维持在可容忍的水平。多种不同的DNA修复机制能纠正损伤，保护基因组的完整性。本文将讨论2015年诺贝尔化学奖得主所揭示的四种基础DNA修复途径。

光复活作用——第一个DNA修复机制

20世纪20年代，美国遗传学家赫尔曼·穆勒（Hermann Muller，1946年诺贝尔生理学或医学奖获得者）发现X射线可以使细胞突变和死亡[2]。后来，其他影响因素，包括紫外（UV）光，也被证明会影响细胞活性和突变水平。当时尚不清楚X射线和紫外光对细胞的致命效应作用的靶标是什么，也没有确定能够修复这些损伤的细胞机制。科学突破发生在20世纪40年代末，当时阿尔伯特·凯尔纳（Albert Kelner）研究了细菌在受到紫外光损伤后的恢复情况。凯尔纳发现，可见光可以显著促进紫外曝露后生长停滞的恢复[3, 4]。这一现象被称为光复活作用（photoreactivation），它指出了存在一种依赖光的细胞机制，能纠正紫外诱导的细胞损伤。

奥斯瓦尔德·艾弗里（Oswald Avery）及其同事在1944年证明了DNA是遗传物质[5]，到了20世纪50年代，人们明确了紫外诱导的损伤最有可能是针对DNA的。在这一点上，雷纳托·杜尔贝科（Renato Dulbecco，1975年诺贝尔生理学或医学奖获得者）提出，光复活作用是一种依赖于可见光的酶促反应[6]。斯坦利·鲁珀特（Stanley Rupert）的一系列报告证明了这一假设的正确性，他展示了存在大肠杆菌（Escherichia coli）或酵母细胞（Saccharomyces cerevisiae）的无细胞提取物的情况下，DNA可以通过可见光被重新激活[7, 8]。观察到这一酶活性，即所谓的光裂解酶（photolyase），具有深远的重要性，首次证明了存在可以修复受紫外辐射损伤的DNA修复酶。最初，光裂解酶只是提取物中的一种活性，到了1978年，阿齐兹·桑卡尔克隆了大肠杆菌的光裂解酶基因，并在体内扩增该基因产物[9]。当时桑卡尔是鲁珀特的博士生，但他没有继续对光裂解酶进行特征分析，而是完成了他的博士论文并顺利毕业。又过了六年，桑卡尔才重新投入到光裂解酶研究中。

暗修复——核苷酸切除修复的发现

除了光复活作用外，紫外线损伤还可以通过不依赖光的过程进行修复，即“暗修复”（dark repair）。1960年报告了DNA的紫外线照射在体外引入了胸腺嘧啶二聚体（thymine dimer），但这一发现在体内的相关性尚不清楚[10]。几年后，简·塞特洛（Jane Setlow）和理查德·塞特洛（Richard Setlow）证明了胸腺嘧啶二聚体使嗜血杆菌（Hemophilus influenzae）中的转化DNA失活，并且这种损伤类型符合紫外线辐射的生物效应[11, 12]。这一发现使得人们能够研究胸腺嘧啶二聚体的精确分子后果，并调查细胞是如何应对的。

1963年，理查德·塞特洛报告了胸腺嘧啶二聚体抑制DNA合成，并且这些损伤在野生型紫外线照射的细菌中被消除，但在一个对紫外线敏感的突变型大肠杆菌（E. coli）菌株中则没有发生同样现象[13]。1964年，他做出了开创性的发现，即胸腺嘧啶二聚体在暴露于紫外线后很快就从高分子量的基因组DNA中消失，并出现在低分子量的组分中。理查德·塞特洛和他的同事威廉·凯里尔（William Carrier）合理地解释了这一结果，即胸腺嘧啶二聚体被从DNA中切除（移除），因此得名切除修复（excision repair）[14]。与此同时，理查德·博伊斯（Richard Boyce）和保罗·霍华德-弗兰德斯（Paul Howard-Flanders）也发表了与理查德·塞特洛类似的结论[15]。

这一后来被称为核苷酸切除修复（nucleotide excision repair，NER）的新机制在菲利普·汉纳瓦尔特（Philip Hanawalt）和大卫·皮蒂约翰（David Pettijohn）的关键性工作中得到了进一步的阐明，他们发现紫外线照射甚至在S期之外也刺激了DNA修复合成，即与基因组复制无关[16]。这些早期先驱者的开创性贡献明确指出了存在可以修复紫外线诱导损伤的修复机制，但NER的精确分子机制仍然不明了。

核苷酸切除修复（NER）的分子机制

负责NER的酶鉴定在很大程度上得益于遗传分析。早期的细菌研究通过寻找损害NER并阻碍紫外线照射后生长恢复的突变来确定了uvrA、uvrB和uvrC基因[17]。埃尔林·塞伯格（Erling Seeberg）等在体内[18-20]以及在大肠杆菌提取物中的工作[21]表明，uvr基因产物通过内切核酸酶切割照射后的DNA来发挥作用，但由于缺乏纯化蛋白质，这一点无法详细分析。

20世纪70年代，蛋白质鉴定是一个重大挑战，因为DNA测序技术有限，而且给定的基因位点可能编码多种蛋白质。阿齐兹·桑卡尔与耶鲁医学院的迪恩·鲁普（W. Dean Rupp）合作开发了Maxicell技术，该技术依赖于一个对紫外线修复缺陷的细菌菌株[22]。在转化了感兴趣的质粒DNA之后，这种高度敏感的细菌被紫外线照射，导致较大的染色体DNA的分解，而没有被紫外线攻击的质粒分子可以继续复制并表达蛋白质。结合放射性氨基酸掺入，该技术允许在没有染色体背景的情况下标记和检测质粒编码的蛋白质。Maxicell技术很快就被应用到各种各样的蛋白质鉴定项目中，并使桑卡尔能够迅速鉴定uvrA、uvrB和uvrC基因编码的蛋白质[23-25]。

在1983年发表的一篇开创性研究中[26]，桑卡尔使用纯化的UvrA、UvrB和UvrC蛋白来重构核苷酸切除修复（NER）途径的关键步骤。这三种蛋白特异性作用于受损的DNA。这些酶蛋白以紫外线照射的DNA为底物，水解了受损DNA链上的两个磷酸二酯键（phosphodiester bond）。切口是在与紫外加合物相对应的精确位置进行的，一个在损伤位点5'侧的第8个磷酸二酯键处，另一个在同一损伤位点3'侧的第4或第5个磷酸二酯键处，从而生成12-13核苷酸长的片段。桑卡尔后来证明，该反应速率受到UvrD（DNA解旋酶II）和DNA聚合酶I（Pol I）的刺激，这两者分别催化了被切割链的去除和新DNA链的合成[27]。最终，DNA连接酶催化形成两个新的磷酸二酯键，从而封闭糖-磷酸骨架。在1983年的论文中，桑卡尔描述了UvrA、UvrB和UvrC蛋白作为单一的切除核酸酶（excinuclease）复合体共同工作，但此后的发现已经修正了这一观点。我们今天知道，Uvr蛋白以分步的方式与DNA损伤位点结合（图1）[28]。首先，两个UvrA和一个UvrB亚基（UvrA2B）沿着DNA移动。UvrA亚基负责对双链DNA上的初始损伤进行识别，这导致UvrA2B复合体暂停。此时，UvrB的解旋酶活性被激活，导致损伤周围的DNA局部解旋（约5个碱基对），模板弯曲，UvrB进一步识别受损链。接下来，UvrA与UvrB解离，单个UvrC亚基结合到剩下的UvrB-DNA复合体上。UvrC激活UvrB，进行3'切割，随后UvrC催化5'侧切割。由UvrD解旋酶释放受损的DNA链，此后只有UvrB保持与带有缺口的DNA结合。然后，Pol I与DNA结合，填补缺口，UvrB被释放。最后，修复的片段被连接起来。

我们今天知道，胸腺嘧啶二聚体只是破坏正常碱基配对并因此扭曲DNA螺旋结构的众多类型损伤之一。核苷酸切除修复能够识别这些问题，并通过其切割和修补机制进行恢复。哺乳动物细胞中NER的整体机制与在细菌中阐明的机制高度类似。损伤识别、损伤两侧切割、去除受损链以及重新合成缺口的机制在这两个系统中都非常相似。然而，尽管整体修复策略是相同的，负责这一过程的蛋白质却有差异。在大肠杆菌中，仅有3种蛋白质参与损伤识别和双侧切割，但在人类细胞中，需要超过15种蛋白质来执行相同的功能。

NER系统中的突变与多种人类遗传性疾病有关，包括色素性干皮病（Xeroderma pigmentosum，简称XP），其特点是对紫外线过度敏感，以及极高的皮肤癌风险。编码哺乳动物NER因子的基因最初由詹姆斯·克利弗（James Cleaver）首先鉴定，他仔细地分析了影响人类XP的诱导突变体[29]。多年来，哺乳动物的NER系统及其机制已经被不同的实验室详细地研究。其中，值得注意的贡献包括桑卡尔[30]和理查德·伍德（Richard D. Wood）[31]使用纯化因子重建了人类NER系统。

1982年，桑卡尔在北卡罗来纳大学教堂山分校（University of North Carolina, Chapel Hill）接受了教职，并重新回归他的博士项目——光裂解酶。1984年至1989年间，桑卡尔发表了一系列关于光裂解酶功能机制的论文，包括在大肠杆菌光裂解酶中鉴定出两种色素体[32-34]。桑卡尔证明，光裂解酶能够将吸收到的光子能量转化为化学能，产生一个局部的自由基，从而启动胸腺嘧啶二聚体（thymine dimer）的解离。光裂解酶中的两种色素体之一是完全还原态的黄素-腺苷二核苷酸（ ）。这种色素体作为催化辅助因子，激发后进行实质性修复，即被激发的黄素辅助因子将一个电子传递到嘧啶二聚体时，生成一个电荷分离的自由基对（ ）。二聚体的阴离子环通过环反转（cycloreversion）被分裂，多余的电子返回黄素自由基，恢复催化活性的 形式，并结束光循环（图2）。这个反应是光激活的，因为黄素辅助因子可以通过直接吸收光子或通过与另一种色素体（即天线色素，如甲基四氢叶酸或去氮黄素）的共振能量转移来激发，从而收集阳光并提高修复效率。

光重活化（photoreactivation）是第一个被鉴定出的DNA修复形式，但这个过程在哺乳动物细胞中并没有保留，后者依赖NER来修复紫外线损伤。然而，光裂解酶在哺乳动物中有同源蛋白，用于帮助设置生物钟，即对光进行生物学反应的调节[35]。

DNA是一种不稳定分子

在20世纪70年代初，托马斯·林德尔证明了即使在没有外界物理侵害的情况下，DNA在生理条件下也具有有限的化学稳定性。DNA受到多种化学反应的影响，如水解脱氨、氧化和非酶促甲基化。这些反应改变了DNA的碱基，因此增加了突变的风险。林德尔用“DNA衰变”（DNA decay）这个术语来描述这些过程，并绝妙地证明了在生理条件下，DNA会显著自发产生水解性去嘌呤作用（depurination）[36]，并刺激DNA链的切割[37]。他最引人入胜的发现是生理条件下高水平的胞嘧啶脱氨作用（deaminiation），导致了尿嘧啶的形成。由于尿嘧啶能够与腺嘌呤形成碱基对，因此胞嘧啶脱氨作用是一个高度诱变的过程，具有重要的长期影响。高水平的胞嘧啶脱氨作用可能会导致从胞嘧啶-鸟嘌呤碱基对中耗尽遗传物质，并用胸腺嘧啶-腺嘌呤替代它们[38]。

碱基切除修复（BER）的发现

基于观察到DNA中经常形成尿嘧啶的现象，林德尔得出结论，必须存在一种酶促途径来处理这些碱基损伤。在一项经典研究中，林德尔独立发现了大肠杆菌中的第一个修复蛋白——尿嘧啶-DNA糖苷酶（uracil-DNA glycosylase，UNG）[39]，两年后又找到了一个针对3-甲基腺嘌呤DNA的特异性糖苷酶[40]。我们今天知道，UNG是负责碱基切除修复（base excision repair，BER）的一大家族蛋白质的基本成员。发现UNG依赖于对作为自由碱基从体外DNA中酶促释放尿嘧啶的仔细分析。林德尔证明这种酶特异性作用于DNA，而不作用于脱氧单核苷酸或任何形式的RNA。他还提出，在这个过程中DNA骨架保持完整，这暗示了另一类酶，即脱嘌呤/脱嘧啶核酸内切酶（apurinc/apyrimidinic endonucleases）的参与。两年前，瓦尔特·弗利（Walter Verly）在大肠杆菌中鉴别出一种针对脱嘌呤位点的反应活性[41，42]。通过持续的研究，林德尔能够用纯化的酶分别从大肠杆菌[43]和人类细胞[44]中重建整个BER过程。当DNA糖苷酶识别并水解切割受损核苷酸的碱基-脱氧核糖糖苷键时，BER过程就开始了（图3）。哺乳动物细胞包含多种不同的DNA糖苷酶，它们作用于各种形式的修饰碱基[45]。一旦识别出受损的核苷酸，DNA糖苷酶就会弯曲DNA，异常的核苷酸就会翻转出来[46]。错误的碱基与糖苷酶中的特异性识别口袋相互作用，并通过切割糖苷键被释放。DNA糖苷酶本身通常会继续与脱碱基位点结合，直到被反应过程中的下一个酶，脱嘌呤/脱嘧啶（AP）核酸内切酶所替换，后者在脱碱基位置的5′侧切割DNA骨架。AP核酸内切酶还与DNA聚合酶β（pol-β）结合，以填补空缺[47]。此外，pol-β还具有裂解酶（lyase）活性，通过非水解性切除5′末端的脱碱基脱氧核糖磷酸残基[48]。然而，修复氧化受损的核苷酸并不需要这种裂解酶活性，因为DNA糖苷酶本身就具有内源性的AP裂解酶活性。最后，DNA连接酶III/XRCC1异二聚体与pol-β相互作用，替换聚合酶，并催化新磷酸二酯键的形成[44]。

我们今天知道，碱基切除修复能纠正许多不同类型的损伤，这些损伤会影响碱基，但不会在DNA结构中造成明显的结构扰动。这类损伤对复制机制构成特殊挑战，可能导致错误编码，即碱基的化学改变与错误的碱基配对，这在DNA复制还是转录过程中都有可能发生。迄今为止，已经确认了100多种不同类型的氧化损伤，其中绝大多数都是通过BER进行纠正的。此外，BER所纠正的损伤也可能由外源性因素导致，包括电离辐射。

错配修复

如上所述，DNA复制机制并非无误。在合成新DNA链的过程中总有可能引入错误的核苷酸，为此会形成一个非沃森-克里克碱基对，从而扭曲双链DNA螺旋结构。这种类型的错误被称为错配（mismatch），有可能改变DNA序列，即引入突变（mutation）。作为应对错配的第一道防线，复制中的DNA聚合酶（DNA polymerase）含有一个3'到5'的外切酶活性，使它们能够对新合成的DNA链进行校对（proofreading）[49]。这种外切酶活性能在DNA复制过程中纠正错误，通过改变聚合酶的方向并切除错误引入的核苷酸。即使校对能有效地纠正在DNA合成过程中产生的大多数错误，一些非沃森-克里克碱基对仍然存在。为了纠正这些错误，细胞利用错配修复（mismatch repair）机制。据估计，在体外具有校对功能的复制性DNA聚合酶的错误率大约为 ，错配修复显著降低了这一频率，例如在人类生殖细胞中，每一代每个碱基对的突变率估计接近 [50]。

错配修复的早期研究主要由对重组（recombination）感兴趣的遗传学家进行。罗宾·霍利迪（Robin Holliday）提出了一种假说，即在重组过程中，不同DNA链之间会形成异源二聚体（heteroduplex）[51]。以这种方式形成的错配必须通过某种细胞系统进行修复，从而导致基因转换（gene conversion）。事实上，将含有错配的λ噬菌体DNA异源二聚体转染到大肠杆菌中，能够修复这些错配，但负责这一效应的酶系统尚不明确。1976年，罗伯特·瓦格纳（Robert Wagner）和马修·梅塞尔森（Matthew Meselson）迈出了重要的一步，他们报道了在同一异源二聚体DNA分子上，两个或多个接近的位点更常出现在相同链上而不是互补链上进行修复[52]。这一观察使他们提出，错配是通过针对一条链的链特异性机制（strand-specific mechanism）进行修复的，这样就可以修复长DNA片段。他们还推测，链特异性错配修复可以用于修复在DNA合成过程中形成的非规范碱基对。修复系统可以通过与复制系统的特殊关系，或通过新合成链的低甲基化来定位到新复制的链上。在大肠杆菌中，DNA通常在GATC位点的两条链上都经过甲基化，但在DNA合成过程中，新生链在一段时间内未经甲基化[53]，这样就使错配修复系统能够区分新复制的DNA链与模板DNA链。1975年的一项研究支持这一观点，胞内DNA甲基转移酶（该酶将甲基添加到GATC序列的腺嘌呤上）的缺失会导致大肠杆菌中突变率的增加[54]。巴里·格利克曼（Barry W. Glickman）和米罗斯拉夫·拉德曼（Miroslav Radman）证明了mutH、mutL、mutS和uvrD基因都需要进行甲基导向的DNA错配修复，这一遗传学理论得到了进一步澄清[55]。

关于甲基导向修复错配的直接证据出现在1983年。首先，保罗·莫德里奇和马修·梅塞尔森使用具有明确定义DNA甲基化状态的异源二聚体结构，证明了DNA甲基化确实导向了大肠杆菌中错配的链特异性消除[56]。此外，莫德里奇开发了一种分析方法，允许在大肠杆菌无细胞提取物中分析DNA错配修复[57]。在实验中，他使用了经典的噬菌体异源二聚体，但在两个不同限制性内切酶识别的重叠序列内引入了错配。距离错配约1000个碱基对处有一个GATC甲基化位点，该位点的甲基化可以人为调控，从而用于检测链特异性修复。使用该分析法，莫德里奇证明了修复活性依赖于ATP和异源二聚体的甲基化状态，并且影响mutH、mutL、mutS和uvrD的突变都损害了大肠杆菌无细胞提取物中的错配修复。借助这一精妙分析法，莫德里奇在一系列论文中成功地将不同修复基因的产物纯化到近乎完美状态，从而鉴定了这些蛋白质，并在体外详细研究了其性质[58-60]。

莫德里奇的工作在1989年发表的一篇具有开创性的论文中达到了顶峰[61]，他最终能够在一个明确定义的体外系统中重建DNA错配修复。在这篇论文中，莫德里奇证明了DNA聚合酶III、外切酶I和DNA连接酶对错配修复的需求。然后，他将这些因子与纯化的MutH、MutL、MutS、UvrD和单链DNA结合蛋白混合在一起。这些分子能够协同地以一条链上单一甲基化的GATC序列（半甲基化）和位于错配远处GATC序列指导的链特异性方式处理体内的错配。在这些研究中，莫德里奇证明了MutS（识别并与非沃森-克里克碱基对结合）在错配修复系统中起核心作用。为了赋予链特异性，MutH结合在新生链上的半甲基化GATC位点上。MutL作为介导蛋白，与MutH和MutS都有相互作用。MutL从MutS传导信号，激活MutH潜在的内切酶活性，后者在半甲基化的GATC位点附近的新生DNA链上产生一个切口。随后，修复系统与解旋酶UvrD相互作用，与MutS、MutL和MutH蛋白一起将两条DNA链朝着错配的位置分开。突变链继续移动通过错配位置，并在其下游停止。然后，通过缺口添补反应（gap-filling reaction）替换新生链，在该反应中，DNA聚合酶III使用亲本链作为模板。

哺乳动物细胞中的错配修复

莫德里奇等人后来的研究证明了错配修复在真核细胞中的保守性，2004年莫德里奇仅用纯化因子便成功重建了人类错配修复[62]。与大肠杆菌的情况相反，在真核细胞中，DNA甲基化并不指导链特异性的DNA修复。一种可能性是，在DNA复制期间形成的链特异性切口可以指导链特异性的错误修正。支持这一观点的证据是，错配修复在复制叉的滞后链上更为有效[63]，而且一个单一的切口足以在体外指导链特异性修复[62, 64]。或者是，错配修复系统可能受DNA复制后暂存的核糖核苷酸指导[65]。在其他方面，真核错配修复与大肠杆菌系统密切相关，具有与关键因子如MutS和MutL相对应的保守同源蛋白。哺乳动物错配修复系统的重要性进一步得到了证实，例如这一途径的缺陷会导致遗传性非息肉性结肠癌的发生（hereditary nonpolyposis colon cancer）[66, 67]。

总结

托马斯·林德尔（Tomas Lindahl）、保罗·莫德里奇（Paul Modrich）和阿齐兹·桑卡尔（Aziz Sancar）在DNA修复的酶促机制方面做出了基础性和开创性的发现。林德尔证明了DNA本质上是一种不稳定分子，即使在生理条件下也容易衰变。在这一观察的指导下，林德尔发现了一系列全新的DNA糖苷酶，并描述了它们在碱基切除修复中的作用。莫德里奇将错配修复领域从初级的遗传观察转变为详尽的生化理解，先是在细菌中实现，后来也在真核细胞中阐明。桑卡尔也极大的改变了核苷酸切除修复领域，从遗传学和细胞提取物中的现象，到涉及机制的详细分子描述，从细菌到真核细胞，都做出了卓越贡献。桑卡尔还解释了光激活修复背后的分子机制，这是最早被描述的DNA修复形式。

克莱斯·M·古斯塔夫森（Claes M. Gustafsson）

医学化学与细胞生物学教授，哥德堡大学

诺贝尔化学委员会成员

参考文献

1. Lindahl, T., Instability and decay of the primary structure of DNA. Nature, 1993. 362(6422): p. 709-15.

2. Muller, H.J., Artificial Transmutation of the Gene. Science, 1927. 66(1699): p. 84-7.

3. Kelner, A., Effect of Visible Light on the Recovery of Streptomyces Griseus Conidia from Ultra-violet Irradiation Injury. Proc Natl Acad Sci U S A, 1949. 35(2): p. 73-9.

4. Kelner, A., Photoreactivation of Ultraviolet-Irradiated Escherichia Coli, with Special Reference to the Dose-Reduction Principle and to Ultraviolet-Induced Mutation. J Bacteriol, 1949. 58(4): p. 511-22.

5. Avery, O.T., C.M. Macleod, and M. McCarty, Studies on the Chemical Nature of the Substance Inducing Transformation of Pneumococcal Types : Induction of Transformation by a Desoxyribonucleic Acid Fraction Isolated from Pneumococcus Type Iii. J Exp Med, 1944. 79(2): p. 137-58.

6. Dulbecco, R., Experiments on photoreactivation of bacteriophages inactivated with ultraviolet radiation. J Bacteriol, 1950. 59(3): p. 329-47.

7. Rupert, C.S., S.H. Goodgal, and R.M. Herriott, Photoreactivation in vitro of ultraviolet-inactivated Hemophilus influenzae transforming factor. J Gen Physiol, 1958. 41(3): p. 451-71.

8. Rupert, C.S., Photoreactivation of transforming DNA by an enzyme from bakers' yeast. J Gen Physiol, 1960. 43: p. 573-95.

9. Sancar, A. and C.S. Rupert, Cloning of the phr gene and amplification of photolyase in Escherichia coli. Gene, 1978. 4(4): p. 295-308.

10. Beukers, R. and W. Berends, Isolation and identification of the irradiation product of thymine. Biochim Biophys Acta, 1960. 41: p. 550-1.

11. Setlow, R.B. and J.K. Setlow, Evidence that ultraviolet-induced thymine dimers in DNA cause biological damage. Proc Natl Acad Sci U S A, 1962. 48: p. 1250-7.

12. Setlow, J.K. and R.B. Setlow, Nature of Photoreactivable Ultra-Violet Lesion in Deoxyribonucleic Acid. Nature, 1963. 197(486): p. 560-&.

13. Setlow, R.B., P.A. Swenson, and W.L. Carrier, Thymine Dimers and Inhibition of DNA Synthesis by Ultraviolet Irradiation of Cells. Science, 1963. 142(3598): p. 1464-6.

14. Setlow, R.B. and W.L. Carrier, The Disappearance of Thymine Dimers from DNA: An Error-Correcting Mechanism. Proc Natl Acad Sci U S A, 1964. 51: p. 226-31.

15. Boyce, R.P. and P. Howard-Flanders, Release of Ultraviolet Light-Induced Thymine Dimers from DNA in E. Coli K-12. Proc Natl Acad Sci U S A, 1964. 51: p. 293-300.

16. Pettijohn, D. and P. Hanawalt, Evidence for Repair-Replication of Ultraviolet Damaged DNA in Bacteria. J Mol Biol, 1964. 9: p. 395-410.

17. Howard-Flanders, P., R.P. Boyce, and L. Theriot, Three loci in Escherichia coli K-12 that control the excision of pyrimidine dimers and certain other mutagen products from DNA. Genetics, 1966. 53(6): p. 1119-36.

18. Rupp, W.D. and P. Howard-Flanders, Discontinuities in the DNA synthesized in an excision-defective strain of Escherichia coli following ultraviolet irradiation. 1968. DNA Repair (Amst), 2005. 4(5): p. 620-33.

19. Shimada, K., H. Ogawa, and J. Tomizawa, Studies on radiation-sensitive mutants of E. coli. II. Breakage and repair of ultraviolet irradiated intracellular DNA of phage lambda. Mol Gen Genet, 1968. 101(3): p. 245-56.

20. Seeberg, E., W.D. Rupp, and P. Strike, Impaired incision of ultraviolet-irradiated deoxyribonucleic acid in uvrC mutants of Escherichia coli. J Bacteriol, 1980. 144(1): p. 97-104.

21. Seeberg, E., J. Nissen-Meyer, and P. Strike, Incision of ultraviolet-irradiated DNA by extracts of E. coli requires three different gene products. Nature, 1976. 263(5577): p. 524-6.

22. Sancar, A., A.M. Hack, and W.D. Rupp, Simple method for identification of plasmid-coded proteins. J Bacteriol, 1979. 137(1): p. 692-3.

23. Sancar, A., et al., Identification of the uvrB gene product. J Mol Biol, 1981. 148(1): p. 63-76.

24. Sancar, A., et al., Identification of the uvrA gene product. J Mol Biol, 1981. 148(1): p. 45-62.

25. Sancar, A., et al., Identification of the uvrC gene product. Proc Natl Acad Sci U S A, 1981. 78(9): p. 5450-4.

26. Sancar, A. and W.D. Rupp, A novel repair enzyme: UVRABC excision nuclease of Escherichia coli cuts a DNA strand on both sides of the damaged region. Cell, 1983. 33(1): p. 249-60.

27. Husain, I., et al., Effect of DNA polymerase I and DNA helicase II on the turnover rate of UvrABC excision nuclease. Proc Natl Acad Sci U S A, 1985. 82(20): p. 6774-8.

28. Petit, C. and A. Sancar, Nucleotide excision repair: from E. coli to man. Biochimie, 1999. 81(1-2): p. 15-25.

29. Cleaver, J.E., Defective repair replication of DNA in xeroderma pigmentosum. Nature, 1968. 218(5142): p. 652-6.

30. Mu, D., et al., Reconstitution of human DNA repair excision nuclease in a highly defined system. J Biol Chem, 1995. 270(6): p. 2415-8.

31. Aboussekhra, A., et al., Mammalian DNA nucleotide excision repair reconstituted with purified protein components. Cell, 1995. 80(6): p. 859-68.

32. Sancar, G.B., et al., Action mechanism of Escherichia coli DNA photolyase. I. Formation of the enzyme-substrate complex. J Biol Chem, 1987. 262(1): p. 478-85.

33. Jorns, M.S., et al., Action mechanism of Escherichia coli DNA photolyase. II. Role of the chromophores in catalysis. J Biol Chem, 1987. 262(1): p. 486-91.

34. Sancar, G.B., et al., Action mechanism of Escherichia coli DNA photolyase. III. Photolysis of the enzyme-substrate complex and the absolute action spectrum. J Biol Chem, 1987. 262(1): p. 492-8.

35. Sancar, A., Regulation of the mammalian circadian clock by cryptochrome. J Biol Chem, 2004. 279(33): p. 34079-82.

36. Lindahl, T. and B. Nyberg, Rate of depurination of native deoxyribonucleic acid. Biochemistry, 1972. 11(19): p. 3610-8.

37. Lindahl, T. and A. Andersson, Rate of chain breakage at apurinic sites in double-stranded deoxyribonucleic acid. Biochemistry, 1972. 11(19): p. 3618-23.

38. Lindahl, T. and B. Nyberg, Heat-induced deamination of cytosine residues in deoxyribonucleic acid. Biochemistry, 1974. 13(16): p. 3405-10.

39. Lindahl, T., An N-glycosidase from Escherichia coli that releases free uracil from DNA containing deaminated cytosine residues. Proc Natl Acad Sci U S A, 1974. 71(9): p. 3649-53.

40. Lindahl, T., New class of enzymes acting on damaged DNA. Nature, 1976. 259(5538): p. 64-6.

41. Verly, W.G. and Y. Paquette, An endonuclease for depurinated DNA in Escherichia coli B. Can J Biochem, 1972. 50(2): p. 217-24.

42. Verly, W.G., Y. Paquette, and L. Thibodeau, Nuclease for DNA apurinic sites may be involved in the maintenance of DNA in normal cells. Nat New Biol, 1973. 244(133): p. 67-9.

43. Dianov, G. and T. Lindahl, Reconstitution of the DNA base excision-repair pathway. Curr Biol, 1994. 4(12): p. 1069-76.

44. Kubota, Y., et al., Reconstitution of DNA base excision-repair with purified human proteins: interaction between DNA polymerase beta and the XRCC1 protein. EMBO J, 1996. 15(23): p. 6662-70.

45. Lindahl, T. and R.D. Wood, Quality control by DNA repair. Science, 1999. 286(5446): p. 1897-905.

46. Mol, C.D., et al., Crystal structure and mutational analysis of human uracil-DNA glycosylase: structural basis for specificity and catalysis. Cell, 1995. 80(6): p. 869-78.

47. Sobol, R.W., et al., Requirement of mammalian DNA polymerase-beta in base-excision repair. Nature, 1996. 379(6561): p. 183-6.

48. Matsumoto, Y. and K. Kim, Excision of deoxyribose phosphate residues by DNA polymerase beta during DNA repair. Science, 1995. 269(5224): p. 699-702.

49. Brutlag, D. and A. Kornberg, Enzymatic synthesis of deoxyribonucleic acid. 36. A proofreading function for the 3' leads to 5' exonuclease activity in deoxyribonucleic acid polymerases. J Biol Chem, 1972. 247(1): p. 241-8.

50. Segurel, L., M.J. Wyman, and M. Przeworski, Determinants of mutation rate variation in the human germline. Annu Rev Genomics Hum Genet, 2014. 15: p. 47-70.

51. Holliday, R., Mechanism for Gene Conversion in Fungi. Genetical Research, 1964. 5(2): p. 282-&.

52. Wagner, R., Jr. and M. Meselson, Repair tracts in mismatched DNA heteroduplexes. Proc Natl Acad Sci U S A, 1976. 73(11): p. 4135-9.

53. Marinus, M.G., Adenine methylation of Okazaki fragments in Escherichia coli. J Bacteriol, 1976. 128(3): p. 853-4.

54. Marinus, M.G. and N.R. Morris, Pleiotropic effects of a DNA adenine methylation mutation (dam-3) in Escherichia coli K12. Mutat Res, 1975. 28(1): p. 15-26.

55. Glickman, B.W. and M. Radman, Escherichia coli mutator mutants deficient in methylation-instructed DNA mismatch correction. Proc Natl Acad Sci U S A, 1980. 77(2): p. 1063-7.

56. Pukkila, P.J., et al., Effects of high levels of DNA adenine methylation on methyl-directed mismatch repair in Escherichia coli. Genetics, 1983. 104(4): p. 571-82.

57. Lu, A.L., S. Clark, and P. Modrich, Methyl-directed repair of DNA base-pair mismatches in vitro. Proc Natl Acad Sci U S A, 1983. 80(15): p. 4639-43.

58. Su, S.S. and P. Modrich, Escherichia coli mutS-encoded protein binds to mismatched DNA base pairs. Proc Natl Acad Sci U S A, 1986. 83(14): p. 5057-61.

59. Grilley, M., et al., Isolation and characterization of the Escherichia coli mutL gene product. J Biol Chem, 1989. 264(2): p. 1000-4.

60. Welsh, K.M., et al., Isolation and characterization of the Escherichia coli mutH gene product. J Biol Chem, 1987. 262(32): p. 15624-9.

61. Lahue, R.S., K.G. Au, and P. Modrich, DNA mismatch correction in a defined system. Science, 1989. 245(4914): p. 160-4.

62. Dzantiev, L., et al., A defined human system that supports bidirectional mismatch-provoked excision. Mol Cell, 2004. 15(1): p. 31-41.

63. Pavlov, Y.I., I.M. Mian, and T.A. Kunkel, Evidence for preferential mismatch repair of lagging strand DNA replication errors in yeast. Curr Biol, 2003. 13(9): p. 744-8.

64. Holmes, J., Jr., S. Clark, and P. Modrich, Strand-specific mismatch correction in nuclear extracts of human and Drosophila melanogaster cell lines. Proc Natl Acad Sci U S A, 1990. 87(15): p. 5837-41.

65. Lujan, S.A., et al., Ribonucleotides are signals for mismatch repair of leading-strand replication errors. Mol Cell, 2013. 50(3): p. 437-43.

66. Fishel, R., et al., The human mutator gene homolog MSH2 and its association with hereditary nonpolyposis colon cancer. Cell, 1993. 75(5): p. 1027-38.

67. Parsons, R., et al., Hypermutability and mismatch repair deficiency in RER+ tumor cells. Cell, 1993. 75(6): p. 1227-36.