磷作为植物所必须的大量矿质元素，被认为是植物生命过程中各种生理代谢活动的重要参与者，对植物生长发育有着重要的作用[1]。研究表明，长期施用磷肥已使大多数农业土壤成为巨大的磷库，但能被植物吸收利用的有效磷含量仅为1 μmol·L-1左右，远不能满足植物对磷的需求，进而引发了土壤“遗传学缺磷”的严重问题[2]。磷素在土壤中的移动性较差，其扩散距离仅为1~2 mm，因此在植物生长发育过程中，很容易造成根际土壤磷的亏缺[3]。根系是植物吸收营养元素的主要器官，也是对养分胁迫最敏感的部位。研究表明，低磷胁迫条件下，根系的形态结构与其活化和利用土壤难溶性磷的能力具有密切关系[4-5]。严小龙等[6]研究还发现，根系形态的生长与外界环境有着密切的关系。在低磷环境下，植物根系会在形态和生理上发生适应性变化，如主根生长受到抑制，侧根和根毛增加[7]，根系分布变浅，根冠比增大，根系有机酸分泌量增多等[8]。杉木Cunninghamia lanceolate是重要的速生工业用材，也是我国南方商品林基地建设的重要支撑。我国南方大部分土壤为酸性红壤和赤红壤，土壤有效磷严重缺乏，已成为限制植物优质高产的重要因素之一[9]。加强重要造林树种以磷效率为主的营养遗传改良，增加土壤磷素的生物有效性，对解决土壤有效磷缺乏和提高人工林生产力具有重要作用[10]。梁霞等[11]研究了低磷胁迫下不同杉木无性系磷素特性，表明杉木无性系可通过增强叶片及根际酸性磷酸酶的活性来适应环境磷缺乏。俞元春等[12]研究了缺磷胁迫下不同种源杉木苗根系有机酸的分泌，指出缺磷胁迫下杉木苗根系有机酸的分泌量显著增加，主要为草酸和酒石酸。陈智裕等[13]分析了低磷胁迫下杉木家系幼苗生长特性与内源激素的关系，表明缺磷胁迫使幼苗根系的脱落酸含量显著增加，而细胞分裂素显著降低。在分子遗传学方面则报道了低磷胁迫下耐低磷杉木基因型差异蛋白质组的研究[14]。已有的研究主要集中在形态、生理及分子方面，且多为单一时间点的测定结果，而对低磷胁迫下不同时间维度里，杉木根系形态、生理的动态变化及其对生长介质的影响鲜见报道。本文研究了低磷胁迫下，杉木无性系幼苗在不同时期的干物质分配情况、根系形态特征、磷素吸收利用能力、保护酶活性及栽培土壤养分和微生物含量等变化情况，以期为进一步阐明杉木无性系应对低磷环境的响应机制以及磷高效杉木品种选育技术提供参考依据。

试验地位于广州市天河区，东经113°25′，北纬23°14′，属南亚热带季风气候，年均气温21.8 ℃，年均降雨量1 725 mm，年均蒸发量1 603.5 mm，平均相对湿度79%，平均日照1 960 h，无霜期大于340 d。

杉木无性系4号组培容器苗，苗龄6个月，平均苗高8.50 cm，平均地径0.23 cm。

在塑料大棚内采用土培盆栽法开展试验。育苗容器上口直径22.5 cm，底部直径10.5 cm，高15.5 cm。育苗土壤打碎过筛后，在0.117 6 MPa、122 ℃条件下高压蒸气灭菌20 min，然后装盆备用。2015年7月8日，选择无病虫害、长势一致的苗木上盆栽植。栽植时统一修剪苗木根系，保留长度为3.0 cm左右。每盆栽植1株苗木，设置3个处理，随机区组排列，3次重复，每重复30株苗。在改良Hoagland’s营养液配方[15]的基础上，以KH2PO4为磷源，配置3种不同磷浓度的营养液，即P0(0 mmol·L-1 KH2PO4，1.0 mmol·L-1 KCl)、P1(1.0 mmol·L-1 KH2PO4)、P2(2.0 mmol·L-1 KH2PO4)，苗木定植15 d后，每天傍晚浇灌1次营养液，每次30 mL·株-1，连续浇灌1个月，试验期间不施放其他肥料，其他田间管理措施保持一致。自浇灌营养液当天起，每隔5 d，各处理随机选取3株苗木(3次生物学重复)进行各项指标测定。

每个植株分成根、茎、叶3部分，经105 ℃杀青30 min，70 ℃烘干至恒质量，分别称量各部位干物质质量；根系无机磷含量采用磷钼蓝比色法测定，全磷含量采用钒钼黄比色法测定[16]。

清洗后截取完整根系，利用(Microtek)ScanMaker i800 Plus进行根系扫描，然后运用万深LA-S植物根系分析系统获取根系形态指标。

参照Mc Lachlan等[17]的方法进行，清洗根系后即刻取样测定。

清洗根系后即刻取样测定，SOD活性测定采用氯化硝基四氮唑蓝光化还原法，MDA含量测定采用硫代巴比妥酸法[18]。

土壤经高压蒸气灭菌后，取1 kg混合土样(CK)进行第一次养分测定；在浇灌营养液30 d时进行第2次取样，即随机选取各处理3个盆栽土壤混合均匀后取1 kg土样测定。养分指标为土壤pH、碱解氮、有效磷、速效钾、阳离子交换量、酸性磷酸酶活性、真菌量，参照鲍士旦[19]的土壤农化分析方法测定。

采用SAS统计软件对数据进行统计分析。干物质累积量、磷素吸收率和利用率计算公式如下[11]：

干物质累积量=收获时生物量－初始生物量；以开始浇营养液当天的生物量为初始生物量。

根系磷素吸收率=根系总的磷素吸收量/根系生物量。

根系磷素利用率=根系总干物质累积量/根系总的磷吸收量。

由表 1可知，地上部干物质累积量除P0处理外，均随时间延长而增长；第15天起，P0处理地上部干物质累积量显著低于P1、P2处理，第30天时，P0处理仅为P1处理的38.52%，P1、P2处理间差异不显著。3个处理的根系干物质累积量随时间延长而增长，其中P0处理增长幅度最大，P1处理最小，自第20天起，P0处理明显高于P1、P2处理，第30天时，分别是P1、P2处理的2.07和1.94倍。整株干物质累积量的变化趋势与地上部相似，第15天起，P0处理显著低于P1、P2处理，第30天时，P0处理为P1处理的68.29%，P1、P2处理间差异不明显。根冠比在第5—30天内，P0处理均明显高于P1、P2处理，第30天时，P0处理分别为P1、P2处理的5.37和5.14倍；P1、P2处理自第10天起，根冠比波动较小，分别在0.208~0.261和0.225~0.321之间变动。

由图 1可知，根系磷吸收率在3个处理间的变化有所不同，自第15天起，P0处理根系磷吸收率最低，P1处理最高，此后差距逐渐明显，第30天时，P0处理1 mg根系干物质的总磷含量为0.002 7 mg，仅为P1、P2处理的43.18%和51.56%，差异显著(P < 0.05)，P1、P2处理间差异不明显。由图 2可知，3个处理根系磷利用率随时间增加变化不同，其中P0从第15天起在3个处理间根系磷利用率最高，第30天时，1 mg磷可产生370.42 mg根系干物质，分别是P1、P2处理的231.59%和193.95%，差异显著(P < 0.05)；P1、P2处理在第5—30天时呈降低趋势，第30天时，1 mg磷可分别产生159.94和190.98 mg根系干物质。

根系与土壤接触的有效面积越大吸收能力越强[1, 4]。由图 3可知，根系表面积随时间增加呈增长趋势，其中P0处理的根系表面积最大，第20—30天时为2.95~3.46 cm2，显著高于其余2个处理(P < 0.05)；P1、P2处理在各时期均相差不明显，第20—30天时，为1.94~2.98 cm2。根的伸长、对水分和养料的吸收等都发生于根尖区域。由图 4可知，根尖数随时间增加呈增长趋势，自第10天起P0处理的根尖数最多，第15—30天时，根尖数为48~56个，显著高于其余2个处理(P < 0.05)；P1、P2处理在各时期相差不明显，第30天时，根尖数分别为46和48个。

酸性磷酸酶(ACP)活性与植物体中磷素丰缺状况有密切联系[20]。由图 5可知，随时间增加3个处理根系ACP活性有不同程度的提高，其中P0处理最高，第5天时已显著高于其余2个处理(P < 0.05)，第30天时达最大值，为2.77 U·g-1；P1、P2处理在供磷期间根系ACP活性变化趋势相似，第30天时，其活性分别为1.54和1.76 U·g-1，差异不明显。超氧化物歧化酶(SOD)是植物体内高效清除自由基的酶类之一。由图 6可知，随时间延长根系SOD活性在3个处理间的变化不尽相同，第10—30天时P0处理最高，为14.79~17.23 U·g-1，显著高于其余2个处理(P < 0.05)；P1处理在第10—30天呈逐渐下降趋势，第30天时为10.35 U·g-1；P2处理呈波浪式变化，第20—30天时其值在P0、P1之间变化。丙二醛(MDA)是植物膜脂过氧化反应的重要产物。由图 7可知，随时间延长，P0处理根系MDA含量最高，并呈逐渐上升趋势，第15—30天时，MDA浓度为0.45~0.48 μmol·g-1，显著高于P1、P2处理(P < 0.05)；P1、P2处理根系MDA含量总体变化不大，第15—30天时，MDA浓度为0.36~0.39μmol·g-1，两者差异不明显。

土壤养分作为土壤肥力的内部表征，其变化反应了土壤管理措施的改变。土壤微生物学特性(土壤酶活性和土壤微生物量)亦与土壤质量密切相关[21]。由表 2可知，第30天时，3个处理的土壤pH无明显差异，但较之供磷处理前略有降低。土壤碱解氮质量分数大小排序为P0 > P1 > P2 > CK，P0处理为94.33 mg·kg-1，分别是P1、P2的110.78%和137.91%。土壤有效磷质量分数排序为P2 > P1 > P0 > CK，P0处理分别为P1、P2处理的15.61%和3.15%，差异显著。土壤速效钾质量分数和阳离子交换量在P0、P1、P2处理间差异不显著，但较之供磷处理前均有显著提高。3个处理的土壤酸性磷酸酶活性在第30天时显著高于供磷处理前，大小排序为P0 > P1 > P2 > CK，P0处理分别为P1、P2处理的189.25%和245.12%。土壤真菌数量排序为P1 > P2 > P0 > CK，其中P0处理仅为P1处理的66.5%，差异显著。

植物最佳的生长和繁殖状态有赖于磷元素的充足供应。当经受磷饥饿并引起体内含磷量低于生理临界含磷量时，会诱发植物各种形态和生理上的应答变化[2]。本研究表明，适当的供磷浓度有利于杉木苗整株干物质的累积，但P0处理形成低磷胁迫，极大地影响了杉木苗干物质在地上部和根系之间的分配，导致根系干物质累积量较正常供磷处理明显增加，而地上部干物质累积量则相对减少，进而使根冠比增大，并随着胁迫时间延长这种趋势越明显。这可能与低磷胁迫促进了植株光合产物更多地向根系运输[1]，以优先保证根系的生长使其拥有更强大的磷素吸收能力有关。这与马尾松[10]、水稻[7]、大豆[9]等的磷素营养研究结果相似。但由于林木生长周期较长，本研究观测时间仅为1个月，因此低磷胁迫条件下，反映植株干物质分配情况的重要指标根冠比能否作为杉木苗响应低磷胁迫的形态指标还有待进一步商榷。

在不同供磷浓度下，杉木苗根系表现出磷效率的差异。低磷处理下，杉木苗根系的磷吸收率呈下降的趋势，但随处理时间延长，磷利用率有不断提高的趋势。表明低磷胁迫下，提高磷利用率可能也是杉木苗的一种应对机制，这与梁霞等[11]的研究结果相似。

植物对磷的吸收是一个主动吸收过程。在缺磷条件下，根系的形态和构型将发生明显改变[4-8]。本研究表明，低磷处理下，杉木苗根系表面积和根尖数都随处理时间延长呈增长趋势。根系的这种形态适应有利于其与外部环境的接触，从而有效增强磷的吸收能力，可以看成是植物对低磷胁迫采取主动适应的一种表现[1, 4-8]。有研究表明，氮、磷、钾等营养元素的缺乏会导致植物生长调节剂在大豆植株体内的重新分布，进而引起根系构型的改变[22-23]，同时，磷酸盐、硫酸盐和硝酸盐等这类营养元素本身可作为信号物质改变根系细胞分裂和分化的分子机制，从而从分子水平上影响根系构型[23]。

ACP是植物体内参与磷代谢的主要酶类之一，它可通过水解磷酸酯类释放无机磷酸来完成磷元素在体内的循环[11, 20]。ACP是植物受到低磷环境诱导而分泌的酶类，缺磷愈严重，其活性越高，磷重复利用越快，这是植物适应或抗逆的一种表现[24]。本研究表明，低磷处理下，杉木苗根系ACP活性明显升高，这有利于植株体内有机磷的重复利用，同时也可能促进了根系ACP的分泌，增加根系对外部环境磷素的吸收。低磷处理对杉木苗根系膜脂过氧化和保护酶系统也有影响，它使根系MDA含量增加、SOD活性提高，引起了杉木苗根系活性氧的积累和膜脂过氧化作用的加剧，对细胞膜系统造成了一定损害，同时又增强了根系保护酶系统的活性，减轻膜脂过氧化，使两方面达到一个动态平衡[25]。由此可知，根系ACP活性、MDA含量及SOD活性的变化可能是杉木苗响应低磷环境的生理机制之一。

本研究表明，磷肥对改善土壤养分及土壤微生物学特性有显著影响。较之正常供磷处理，低磷胁迫处理(P0)的土壤碱解氮含量明显增加、有效磷含量严重匮乏、pH和速效钾含量及阳离子交换量变化不大、酸性磷酸酶活性显著增强、真菌含量则明显减少。磷与作物吸收氮营养元素有密切关系。如大豆植株体内总氮含量和磷积累均随营养液中磷水平的增加而增加，缺磷胁迫将抑制大豆对氮素的吸收和利用[26]，这可能是导致磷胁迫处理盆栽土壤中碱解氮含量较多的原因之一，但其机理有待深入研究。在酸性土壤中，有效磷含量小于15 mg·kg-1表示土壤有效磷不足。本研究显示，施磷肥可显著提高土壤有效磷含量，但长期大量施用磷肥是否会引起土壤磷素的大量富集以及土壤酸化等问题还需谨慎对待。张建国等[27]研究表明，在氮、磷不足条件下，施磷量的增加可使1年生杉木苗土壤全磷、有效磷、速效钾含量及pH增加，施磷肥可促进光合产物由根向茎、叶转移，对苗木生长具有促进作用。阳离子交换量是评价土壤保肥能力的重要指标，但在酸性土壤中，P0、P1和P2这3个不同供磷浓度对土壤阳离子交换量的影响差异不显著，原因尚不明确。土壤微生物和土壤酶是土壤养分和有机质形成和积累的重要因素[28]。张桂玲[28]研究表明，土壤真菌数量和酸性磷酸酶活性分别与土壤碱解氮、速效钾和有机质含量呈显著正相关，与速效磷含量呈负相关。本研究显示，缺磷胁迫下，土壤酸性磷酸酶活性显著增强，土壤碱解氮含量也明显提高，这可能是盆栽土壤响应低磷胁迫较敏感的微生物和养分指标，在今后的研究中应给予更多的关注。