蛋白电泳：

电泳胶的制备、配方、缓冲液配方，请参考分子克隆。经验之谈，8%胶最底边约36KDa，10%最底边约25KDa，12%最底部约12KDa。8%胶可以跑300KDa-36KDa之间的任意蛋白，转膜效率对WB结果的的影响都问题不大。12%，180KDa左右，转膜效率对WB结果的影响都问题不大（300KDa蛋白如何，没有尝试过）。电泳一般采用恒流，45mA-55mA（应根据电泳仪器适当调整，要注意仪器最高限压；此条件适合gibcomodelV16型，胶宽20cm）。采用恒流的优点，保证最快速度完成电泳（电压会逐渐增大），省时且减少扩散；但是由于电泳速度过快时会发热而溶胶，所以你必须想办法散热。散热不好，条带出现波浪状。注意事项：1．聚丙烯酰胺的30%母液会降解，要4度避光保存。2．APS会失效，10%APS一般保质期才一个月左右。-20度分装长期保存。3．注意Trisbuff的PH值，以及平时所用的水的PH值。PH值改变会使带型非常怪异，所有蛋白和溴酚蓝压成一条细线（即便在分离胶中），如果溴酚蓝前有红色染料，那么此染料彗星式拖尾从溴酚蓝一直延伸到胶底部（溴酚蓝此时涌动极缓慢，位于胶中上部）4．上下层式电泳装置若漏液，哪边漏液，电泳条带往哪边倾斜。内外式电泳装置漏液，则装置处于短路状态，液体会过热。SDS-PAGE胶可能局部自溶，条带扭曲、变形。5．配胶用玻璃板和边条应及时洗净。玻板未洗净的坏处很多。尽管玻璃看似平滑，但是一些细微的凹陷处会凝结肉眼无法分辨的胶颗粒（摸上去疙疙瘩瘩），其坏处是，在该部位极易导致不均匀的胶块，样品经过该处或电泳散热不好，条带变形。如果是RNA的超薄胶，胶板的颗粒会导致局部巨大气泡，非常难于清除；蛋白胶也会导致一些小气泡的产生。玻板没洗净的另一个坏处是，由中学物理知识可知，玻璃表面越光滑粘附越牢，未洗净的玻板会削弱和胶体间的粘附力，拔梳子或边条时会产生微小的错动，胶体下部出现大量气泡（夹在玻板和胶之间，这个关系不大）；严重的错动会使上样时，样品从胶和玻璃之间的间隙漏光，或者甚至胶和玻板分开。为避免拔梳子时的错动，可在电泳缓冲液中拔梳子（比水更好，有SDS润滑）。判断玻板是否洗干净，用手摸一下有没有疙疙瘩瘩的；最好用洗洁精之类，洗衣粉、肥皂都不好用。6．上样时，不要把tip深入胶孔过深（或者采用细的尖端拉长的专用上样枪头），可能会错开胶和玻板，样品会泄露。7．未加样的孔应添加高浓度SDSLB平衡，否则最外侧条带会拉宽变形。通常20ul样品（含5ul4*SDSLB），可用8-8.5ul4*SDSLB平衡。同理，点marker的lane也要加入同样体积的LB。LB若在室温放置太久和新鲜的在比重上会有差异，在新旧LB靠近的地方，条带会拉宽或挤压变形。因此，同一块胶上，煮样及填空白所用LB应一致。LB应-20度保存。8．增加上样量不一定会提高荧光信号强度。增加上样量的后果通常只能是让你的内参粘连，所有的蛋白条带都扭曲变形。因为增加上样量最多只能提高几倍，而WB灵敏度是以10的几次幂量级的，所有目的蛋白信号的唯一方案就是IP富集（可特异提高目的蛋白浓度数百数千倍，并去除其它杂蛋白干扰）。增加上样量的另一个坏处是，本来高表达的蛋白，诸如内参，在同样WB条件下，可能出现荧光灼烧式粹灭（一晃而灭）或者条带中空。仍以6孔板80%以上汇合度为例，细胞裂解液和SDSLB通常都是投入200ul（最少80ul，这样面积的培养板如果裂解液投入太少，回收时的损失就太大，上样就很难做到一致），而这种浓度条件下制备的样品，电泳时上样量要控制在5-6ul，最少2.5ul，最多10ul，10ul时内参基本已经开始粘连成一条线，带型出现波浪纹；当然并非不可以多上样，再多对WB结果影响不大（没有的仍然没有），且条带都很丑。9.不同样品上样时，可考虑将样品体积调成一致或类似。如果一组IP样品和一组细胞裂解液样品，前者通常洗脱体积为15ul，刚好+5ul4*SDSLB达到常规20ul上样体积；后者第8点提到只上5ul，同样+5ulSDSLB（比重同，不会互相挤压），最好补加10ulDDW使总体积一致。通常这样不同条件获得的样品，中间最好用“空白”泳道隔开（空白仅指无蛋白，仍应加入8-8.5ul4*SDSLB），这样才能确保每条带都很美观。10.SDSPAGE胶配好暂时不用时，需用电泳缓冲液灌满空间（拔去梳子和底边边条后的间隙），用保鲜膜包裹防止液体蒸发，短期室温或稍长期4度保存。个人习惯为，灌好分离胶用饱和的正丁醇灌满上层，保鲜膜包裹，次日再灌堆积胶。两种方案都可以。所以如果预计次日工作量较大，可以提前灌好SDSPAGE。样品是否一定需要定量再上样？——不是的，这是浪费时间的一个操作。我们首先来讨论一下蛋白定量的科学性。蛋白定量首先需要一个参照系（标准蛋白），参照蛋白通常选择BSA，也就是说你所谓的定量是对应于BSA的浓度的一个参照值。这里面存在一个问题，即忽略了蛋白折叠和空间构象对光吸收、折射的影响；不同的蛋白折叠和构象还会影响颜料分子的嵌入。因此你其实默认将所有的蛋白等同于BSA在溶液中的折叠状态、光吸收情况下，然后做出的一个相对判断，这就存在一个“系统误差”——还不算上测量误差等等，就已经很不准确了。其次，裂解组织或细胞的时候，那些裂解液中，某些溶剂本身会使CoomassieG250或者Bradford法（实际也是Coomassie染色）显色，尤其是去污剂之类；例如NP40，就会使Coomassie显蓝色，可以完全覆盖掉蛋白与Coomassie作用产生的蓝色。因此，如果你的裂解液里面含有这类物质，所谓的蛋白定量实际是NP40颜色和蛋白染色的叠加，根本不会符合标准蛋白曲线的线性规律，自然定不准。【需要说明：我目前只知道NP40会这样，因为我们从来不去定量，没有做过更深入的研究。】实际上保证你的内参一致，是从样品制备开始的，上节末尾有提到，不赘述。如果你从制备样品时就注意过定量问题，实际上通常内参差别不会太大。如果真的有差别，通常我们会先跑少量的样品，目的是让Actin或tubulin更清晰、不会粘连、不会过曝光。从而在第二轮跑正式结果前，根据第一轮的内参的荧光信号做微调，大致能做到相当；最多可能需要第三轮。以上的试验可以精确到0.1ul差异（我很多体外生化试验之前的调整酶量就是这样进行，此时根本不可能有足够的蛋白让你去定量）。当然凭曝光强弱调整上样量的前提是，你的WB技术很稳定，很可靠，这是需要相当多的经验积累，如果你一时掌握不了，可以让经验更丰富的师兄师姐或者导师帮忙。顺便提到，有人问过用QuantityOne等定量软件对光密度定量后计算差别从而调整上样体积是否可以？——不可以。因为WB结果经过多重放大，精确计量只代表相对于对照组的相对比值，与实际比值还是有误差，所以按计算值更改上样量仍会出现偏差。如果非要做定量的话，要注意你的裂解液配方，把每种溶剂都先加入到显色液中尝试一下，避免那些本身会显色的物质出现在你的裂解液中；当然，某些物质的去除可能影响对组织蛋白的提取。所以这是一个两难的问题。